inhalation anaesthesia in iguanas

Tento seminář je spolufinancován Evropským sociálním fondem a státním rozpočtem České republiky
INVESTICE DO ROZVOJE VZDĚLÁVÁNÍ
ZÁKLADY ENDOSKOPIE PLAZŮ
Prof. MVDr. Zdeněk Knotek, CSc. Dip ECZM (herpetology)1,2
1
Klinika chorob ptáků, plazů a drobných savců, Fakulta veterinárního lékařství
Veterinární a farmaceutická univerzita Brno, Palackého 1 – 4 Brno, [email protected]
2
Clinic for Avian, Reptile and Fish Medicine, University of Veterinary Medicine
Veterinärplatz 1, Vienna, Austria
U plazů je drobný rigidní endoskop používán v klinické praxi již od sedmdesátých let 20.
století.. Endoskopie byla zpočátku využívána především na určení pohlaví u monomorfních
druhů plazů. V roce 1992 byl zhotoven a představen na trh pracovní plášť pro rigidní
endoskop, který významně rozšířil možnost praktického využití rigidní endoskopie u plazů. V
současnosti je endoskopie významnou metodou klinické diagnostiky u plazů a byly již
popsány různé varianty a formy techniky rigidní endoskopie. Tradiční metody zahrnují
postupy při vyšetření dutiny ústní, trachey, bronchů, kraniálního úseku plic, jícnu, žaludku,
distálního kolonu, močového měchýře a kloaky.
Endoskopie poskytuje mnohé výhody. Tradiční vyšetřovací postupy jsou většinou více invazní
a vyžadují proto delší anestézii pacienta. Jsou tedy spojeny i s vyšším rizikem pro
vyšetřovaného pacienta. Endoskopie vyžaduje obecně mnohem kratší dobu sedace nebo
anestézie pacienta. Endoskopie umožňuje přímou vizualizaci vnitřních orgánů dutiny tělní a
kontrolovanou biopsii tkání pro účely cytologie a histologie. Pokud zvážíme současnou
širokou nabídku endoskopických nástrojů, potom je v praxi hlavním limitem nepatrná velikost
mnoha našich pacientů. Určité omezení většího využití rigidní endoskopie představuje také ta
skutečnost, že plazi jsou na kliniku prezentováni většinou ve stadiu chronických poruch a s
velkým anestetickým rizikem. Kvalitní stabilizace pacienta před endoskopickým vyšetřením
je proto nezbytná.
1
Standardní technické vybavení
Obr. 1
Porovnání původní klasické optiky rigidního endoskopu s principem HOPKINS.
Základním vybavením pro rigidní endoskopii u plazů je rigidní endoskop (teleskop) typu
Hopkins, s vnějším průměrem 2,7 mm, délky 18 cm a s pracovním úhlem 30° (případně
Hopkins 18 cm, 30° s průměrem 1,9 – 2,1 mm pro extrémně drobné pacienty).
Obr. 2
Sada rigidních endoskopů, vhodných pro klinickou praxi u exotických zvířat.
Rigidní endoskop je používán s ochranným pláštěm (vnější průměr 3,5 mm) nebo s
pracovním pláštěm 14.5Fr, který je navíc vybaven třemi vstupy. Tento systém umožňuje
mnohé výhody, jako například jednoduchý přístup, irigaci a insuflaci, případně vsunutí
pracovních nástrojů s průměrem 1,7 mm. Štíhlejší endoskop (1,9 mm) s integrovaným
pláštěm a semi-rigidní 1 mm miniskop jsou vhodné pro velmi drobné pacienty.
2
Obr. 3
Ochranný (horní) a pracovní (spodní) pláště pro rigidní endoskopii.
Zdroj světla (100 – 125/220-240 VAC, 50/60 Hz, Xenon spare lamp 175 Watt, 15 volt)
umožňuje perfektní osvit a vizualizaci vnitřních orgánů plazů.
V našich podmínkách používáme rigidní endoskop u plazů především pro účely
tracheoskopie, stomatoskopie, esofagoskopie, bronchoskopie, gastroskopie a kloakoskopie.
Vyšetření se provádějí při sedaci nebo v celkové anestézii. Tím je zabráněno poranění
pacienta, zranění ošetřujících osob nebo poškození drahého přístroje. Předností endoskopie je
možnost odebrat bioptáty přímo z indikovaných míst. Nejčastější indikací pro provedení
biopsie pod kontrolou endoskopu jsou vyšetření jater, ledvin, žaludku, jícnu a dýchacích cest.
Většinou se odebírají 3 – 5 vzorky z jednoho orgánu. Podcenění těchto zásad závažně omezí
přínos provedené endoskopie.
Stomatoskopie, esofagoskopie, gastroskopie
Pacient je při vyšetření fixován v přirozené (“sternální”) poloze nebo na zádech, s hlavou a
krkem v extenzi. Hadi mohou být opatrně vyšetřování i ve svislé poloze. Endoskop umožňuje
vyšetření dutiny ústní, jícnu a žaludku hadů, ještěrů a želv. Pro lepší a bezpečnější průnik
endoskopu a vizualizaci trávicího traktu se současně provádí irigace fyziologickým roztokem.
Tracheální intubace je nezbytná k omezení rizika aspirace. Pohyb endoskopem s pracovním
pláštěm je pozvolný a musí být prováděn velmi opatrně. Kromě biopsií jícnu a žaludku lze při
tomto postupu též snadno vyjmout cizí tělesa.
3
Obr. 4
Orientační gastroskopie na sedovaném pacientovi (kajmanka).
Kloakoskopie a neinvazivní cystoskopie
Kloakoskopie je tradiční neinvazivní metodou přímého zobrazení sliznice kloaky,
terminálního úseku kolonu a močového měchýře. Endoskop je u želv a ještěrů směřován přes
kloaku a krátkou uretru přímo do tenkostěnného močového měchýře. Kloaka je podrobně
vyšetřena a vstup do močového měchýře je vyhledán s podporou silné irigace. Kloakoskopie
je navíc metodou nepřímého vyšetření dalších orgánů coelomu (střeva, játra, gonády). Existují
dvě techniky pro podporu vyšetření močového měchýře: insuflace s CO2, pomocí insuflatoru
nebo irigace s infuzní soupravou a NaCl. Tato druhá metoda je mnohem bezpečnější. Želva je
fixována v šikmé, ventrální nebo dorsální poloze. Hadi a ještěři mohou být uloženi na břiše
nebo na zádech. Irigační systém zahrnuje hadice infuzní soupravy napojené na láhev s
roztokem (NaCl) a na 14.5Fr vstup pracovního pláště endoskopu. Druhý boční vstup
pracovního pláště je napojen na hadici, která tekutiny odvádí do nádoby pod vyšetřovacím
stolem. Rigidní endoskop za pomoci irigace vlažným roztokem proniká do úseků kloaky
proktodea, urodea a koprodea. Standardní endoskopická souprava obsahuje endoskop
(Hopkins Documentation Forward-Oblique Telescope 64018 BS, ø 2.7 mm, 18 cm, 30°) se
zdrojem světla (Xenon Nova) a kameru (Endovision Telekam) napojenou na počítač a
monitor.
4
Obr. 5
Poloha želvy při kloakoskopii; pohled do kloaky s uzavřeným vstupem
do močového měchýře; vnitřní struktura stěny močového měchýře u želvy.
Coelioskopie
Jedná se již o více invazní přístup. Klasický postup je spojen s insuflací CO 2. Doporučený tlak
je 2 – 4 mm Hg, s průtokem CO2 0,5 – 1,0 l/min. Pro určité účely je však výhodnější použít
techniku irigace s NaCl (viz výše).
Ještěři jsou uloženi na levém nebo pravém boku s pánevními končetinami vyvázanými k
ocasu. Místo vstupu je ohraničeno posledním žebrem a odstupující přední hranou pánevní
končetiny.
Obr. 6
Coelioskopie u leguána zeleného.
5
Místo je ošetřeno chlorhexidinem a je provedena incise kůže v rozsahu 2 – 4 mm. Kůže,
podkoží a svalová vrstva jsou tupě perforovány trokarem nebo hemostatem a fixovány zpět
prsty operátora. Tupý obturátor směřuje hlouběji do dutiny tělní až pronikne přes
pleuroperitoneum. Je třeba postupovat opatrně, aby nedošlo k poranění orgánů a nedocházelo
k úniku CO2. Jeden boční vstup pracovního nebo ochranného pláště je napojen hadicí na CO2
insuflator (0,4 – 0,7 KPa (3 - 5 mmHg). Obturátor je vytažen z pláštěm a je zasunuta optika.
Pokud je optika zanesena krví nebo jinou nečistotou, je třeba endoskop vytáhnout a vyčistit.
Neočištěný endoskop neumožní kvalitní vyšetření a může být zdrojem vážných komplikací.
Na konci endoskopie je CO2 vypuštěn při mírném tlaku na tělo pacienta a rána v kůži je
uzavřena standardním způsobem suturou.
Želvy – nejvhodnějším místem vstupu endoskopu je oblast kůže před pánevní končetinou
(pre-femoral fossa). Zajišťuje laterální vstup do coelomu. Želva je fixována v boční poloze,
pánevní končetina je vyvázána směrem k ocasu.
Obr. 7 Příprava želvy na coelioskopii
Po očištěn kůže a dezinfekci
chlorhexidinem je provedena drobná incise 2 - 4 mm
kraniokaudálním směrem v centru oblasti kůže. Podkožní tuk je odstraněn nebo fixován mimo
pracovní prostor peánem. Dále je postupováno opatrně obturátorem přes svalovou vrstvu a
pleuroperitoneum. Insuflace (CO2) nebo irigace s NaCl jsou nezbytné. S opatrností je třeba
předejít perforaci močového měchýře. Po ukončeni endoskopie a vypuštění CO2 následuje
sutura kůže.
6
Byl popsán též jiný způsob, zaměřený na vyšetření ledvin u želv. Při této proceduře endoskop
směřuje kaudodorsálně mezi aponeurosou coelomu a svalovou vrstvou m. illiacus. Jemnou
manipulaci s endoskopem a insuflací CO2 lze takto dosáhnout až k ledvinám.
Hadi – u hadů nelze vyšetřit všechny orgány coelomu jen z jednoho místa vstupu. Proto je
vstup volen podle topografického uložení jednotlivých orgánů (například jater, vaječníků,
pankreatu, sleziny, ledvin). Hadi jsou fixováni v boční poloze na pravém boku. Před
zahájením vyšetření lze situaci usnadnit vytvořením pneumocoelomu (insuflace vyšším
tlakem 0,8 – 1,4 KPa; 6 - 10 mmHg).
Kromě klasického vstupu jedním otvorem lze jinými drobnými otvory v coelomu vnořit do
prostoru dutiny tělní nástroje a provést mini-invazivní zákrok. Pro hady vyšší hmotnosti jsou
voleny endoskopy a technika 5 mm. Pro extrémně velké plazy je vhodná technika 10 mm.
Endoskopie hadů přes vzdušný vak
Jedná se o relativně jednoduchou metodu, která slouží k přímému vyšetření vzdušného vaku a
plic a nepřímému vyšetření orgánů, které jsou lokalizovány v přímé blízkosti vzdušného vaku
(především játra). Had je umístěn na levém boku. Místo drobné podélné incise kůže se
nachází přibližně ve vzdálenosti 35 – 45 % délky pacienta od hlavy hada. Následuje jemná
tupá perforace svalů a pleuroperitonea. Ve stěně vzdušného vaku jsou založeny dva pomocné
stehy a je provedena perforace mezi nimi. Tudy je vsunut endoskop s pracovním pláštěm. U
drobnějších hadů se používá pouze ochranný plášť nebo je endoskopie provedena jen s
nechráněným endoskopem.
Obr. 8
Endoskopie přes vzdušný vak (levý snímek - oblast plic poblíž vstupu trachey, pravý
snímek – stěna vzdušného vaku a játra).
7
Péče o pacienta v průběhu endoskopie
Pacient je uložen na vyhřívané podložce, nachází se pod vlivem analgetik a anestetik a je
hydratován. Monitoring činnosti srdeční, případně hodnocení ETCO2 jsou k dispozici i u
plazů díky jednoduchým přístrojům. Velkou pozornost u plazů je třeba věnovat řízené
ventilaci pacientů, neboť plazi po dobu anestézie spontánně nedýchají.
Obr. 9
Kompletní monitoring pacienta při anestézii
Doporučená literatura
Coppoolse KJ, Zwart P. 1985. Cloacoscopy in reptiles. Vet Q, 7:243-245.
Divers SJ. 2010. Reptile diagnostic endoscopy and endosurgery. Vet Clin North Am Exotic
Anim Pract, 13:217-242.
Burrows CF, Heard DJ. 1999. Endoscopy in nondomestic species. In Tams TR (eds): Small
Animal Endoscopy. Mosby, St. Louis, MO, 297-321.
Hernandez-Divers SJ. 2004. Endoscopic renal evaluation and biopsy in chelonia. Vet Rec,
154:73-80.
8
Hernandez-Divers SJ. 2004. Diagnostic and surgical endoscopy. In: Raiti P, Girling S. (eds):
Manual of Reptiles. 2nd ed., British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham,
England,103-114.
Hernandez-Divers SJ, Stahl S, Hernandez-Divers SM, Read MR, Hanley CS, Martinez F,
Cooper TL. 2004. Coelomic endoscopy of the green iguana (Iguana iguana). J Herp Med
Surg,14:10-18
Jekl V, Knotek, Z. 2006. Endoscopic examination of snakes with access through an air sac
Vet. Record 158: 12: 407 – 410.
Jekl V, Hauptman K, Knotek Z. 2007. Cloacoscopy in chelonians – valuable diagnostic tool
for reproductive tract evaluation. Proc. 43 rd. International Symposium on Diseases of Zoo
and Wild Animals, Edinburgh 16th –20th May 2007, 162 – 163.
Knotek Z, Jekl V, Knotkova Z, Grabensteiner E. 2009. Eggs in Chelonian Urinary Bladder. Is
the Coelotomy Necessary? 30th Annual Conference AAV, AEMV, ARAV, 8. – 15. 8. 2009,
Milwaukee, 118 – 121.
Seminář: Zajímavá témata v chirurgii malých a exotických zvířat
Pavilon klinik malých zvířat
24. 3 . 2012
9